Sección: 16º symposium internacional sobre la problemática actual de las resistencias en cultivos mediterráneos
Abstract: El estado actual de la resistencia a insecticidas de H. armigera en España es, en comparación con otros países, y considerando las actuales prácticas de protección de cultivos, menos preocupante de lo que cabría esperar. Aquí se revisan algunos factores agroecológicos que podrían estar implicados en la particular evolución de la resistencia insecticida de H. armigera en España.
Los lepidópteros noctuidos incluyen algunas de las plagas más perjudiciales de los cultivos a nivel mundial. En Europa, África, Asia y Oceanía, el gusano verde o taladro del tomate, Helicoverpa armigera Hübner (Figura 1) tiene una especial trascendencia en cultivos industriales, hortícolas y ornamentales (CAYROL, 1972; CABI, 2000). En España, su incidencia es especialmente grave en tomate (Figura 2), algodón, maíz y clavel, y menor en otros cultivos severamente atacados en otros países, como tabaco, girasol, pimiento, alfalfa y garbanzo. Numerosas variables fisiológicas, ecológicas y etológicas han contribuido a su estatus de plaga, incluyendo su elevada polifagia, extensión geográfica, movilidad, potencial migratorio, diapausa facultativa, alta fecundidad, y propensión a desarrollar resistencia a insecticidas (ZALUCKI et al., 1986; FITT, 1989; FORRESTER et al., 1993; MCCAFFERY, 1998).
Los enemigos naturales pueden reducir las poblaciones de H. armigera (KING y COLEMAN, 1989), como es el caso del tomate de industria en Extremadura (TORRES-VILA et al., 2000a), pero el control es, en general, insuficiente para evitar el daño económico, especialmente en cultivos de alto valor. El control químico, formando parte o no de programas de control integrado (cf. TORRES-VILA et al., 2003a, b), sigue siendo actualmente imprescindible en casi todas las situaciones alrededor del mundo, para mantener las poblaciones de H. armigera a niveles compatibles con la rentabilidad de los cultivos (FITT, 1989). Aunque el empleo de insecticidas biológicos y de enemigos naturales se ha potenciado mucho en las últimas décadas, lamentablemente, y por distintas causas, su uso es todavía insuficiente a nivel comercial. En definitiva, los insecticidas de síntesis son profusamente empleados por su accesibilidad, eficacia y coste, aunque paralela e implícitamente se reconozca que su uso no es conveniente y se adopten fórmulas para minimizar su impacto. Su utilización, como las de otros pesticidas, ha sido generalmente llevada a la práctica de forma sistemática e irracional, acarreando problemas de distinta índole: incremento de los costes de producción, destrucción de la fauna útil, aparición de resistencias a determinadas materias activas, disminución de la calidad alimentaria - entendida como un incremento de los residuos químicos en productos y derivados-, e incluso secuelas patológico-sanitarias; en definitiva una mayor degradación medioambiental (TORRES-VILA y RODRÍGUEZ-MOLINA, 1999).
Ante esta problemática, la aparición de resistencias a insecticidas constituye un inconveniente especialmente grave, al promover un mayor número de tratamientos y/o incremento de las dosis aplicadas. H. armigera ostenta a nivel mundial una probada historia de resistencia a insecticidas de síntesis, incluyendo clorados, carbamatos, fosforados y piretroides, habiéndose documentado fallos de control en campo en Australia, Asia, y recientemente en Europa, principalmente como resultado del uso de piretroides (MCCAFFERY, 1998; CABI, 2000; TORRES-VILA et al., 2002a, b). La aparición de resistencia a Bacillus thuringiensis Berliner en los últimos años ha sido relativamente rápida, en especial a raíz del uso de variedades transgénicas (AKHURST, 2002; LU et al., 2004; GUNNING et al., 2005).
Sin embargo, la información experimentalmente contrastada sobre la resistencia insecticida de H. armigera es llamativamente escasa en Europa, reduciéndose sólo a algunos estudios recientes en España (TORRES-VILA et al., 1998, 2000b, 2002a, b; AVILLA et al., 2002) y Francia (BUES et al., 2005). La situación es especialmente grave teniendo en cuenta que, en ocasiones, los técnicos y la literatura especializada señalan fallos de control en campo que se atribuyen a resistencia insecticida sin verificación alguna, con los riesgos añadidos que conlleva tal desinformación. Intentando paliar esta situación, durante las campañas 1995-1999 se investigó la resistencia a insecticidas de H. armígera en España, cuyos resultados ya publicados (TORRES-VILA et al., 2000b, 2002a, b) se sintetizan en este trabajo.
Material y métodos
Las poblaciones de H. armigera para los bioensayos insecticidas se establecieron a partir de orugas recolectadas en campo sobre diversos cultivos (tomate especialmente) y otras plantas hospedadoras, o a partir de adultos capturados en trampas de luz mixta de vapores de mercurio de 250 W. Entre 1995 y 1999 se recolectaron 35 poblaciones en 30 localidades de seis comunidades (Tabla 1, Figura 3), si bien el estudio estuvo concentrado en Extremadura y Murcia, en donde las poblaciones se recogieron a lo largo de toda la campaña. Las restantes regiones se prospectaron deliberadamente al final de la campaña de 1999 (octubre-noviembre), incrementando así la probabilidad de detectar resistencia insecticida.
Las orugas procedentes del campo se criaron individualmente en una sala climatizada a 25 ± 1ºC, 60 ± 10% h.r., fotoperiodo L16:O8 e intensidad luminosa en la fotofase de aproximadamente 2.000 lux, alimentadas con medio semisintético ligeramente modificado del medio simple de POITOUT y BUES (1970).
Los adultos de H. armigera obtenidos de la cría de las orugas recolectadas en campo, o los capturados en trampas de luz, se introdujeron en tubos para el acoplamiento y la puesta (3-5 parejas/tubo) de aproximadamente 7 l de capacidad (41 cm x 15 cm Ø), hechos de papel secante de laboratorio, sujetos basalmente por un bote metálico y cubiertos con un vidrio fino. Los adultos se mantuvieron a temperatura ambiente y con iluminación natural, suministrando agua azucarada ad libitum (sacarosa al 10% y ácido ascórbico al 0,5%) mediante bebederos de mecha de algodón.
Los huevos depositados sobre el papel se introdujeron en cajas de cría cilíndricas de polietileno transparente, de aproximadamente 150 cm3 de capacidad (4 cm x 7 cm Ø), que se dispusieron en la sala climatizada. Los huevos procedentes de poblaciones en las que algunas orugas parentales mostraron cualquier síntoma sospechoso de enfermedad viral se esterilizaron previamente en atmósfera de formaldehído. Tras la eclosión, las orugas se criaron en masa (30-50 orugas por caja) suministrando medio semisintético ad libitum.
Cuando las orugas alcanzaron el tercer estadio L3 (30-40 mg de peso), se individualizaron, junto con un cubo de medio semisintético, en cada uno de los 25 alveolos de 7,5 cm3 de placas de cultivo de tejidos de polietileno transparente de 10 x 10 x 1,8 cm (Sterilin Ltd., Stone Staffordshire, Gran Bretaña), quedando así dispuestas para los bioensayos.
Los bioensayos toxicológicos se efectuaron sobre orugas L3 (Figura 2) usando un procedimiento estándar de aplicación tópica (ESA, 1970), en todos los casos sobre la descendencia F1 de los parentales recolectados en campo.
En general se siguieron las directrices de ROBERTSON y PREISLER (1991). Se ensayaron hasta 18 insecticidas por población, un ciclodieno clorado (endosulfán), tres carbamatos (carbaril, metomilo y tiodicarb), siete fosforados (clorpirifos, fenitrotión, metamidofos, metil-azinfós, triclorfón, acefato y monocrotofos) y siete piretroides (cipermetrín, bifentrín, ciflutrín, lambda-cihalotrín, deltametrín, permetrín y fenvalerato). Para cada insecticida se prepararon disoluciones valoradas decrecientes, a partir de productos comerciales (Tabla 2), cada una con una concentración doble que la siguiente. Como disolvente se empleó acetona, salvo con carbaril y tiodicarb en los que se utilizó agua destilada con Tritón X-100 (Sigma Chem. Co., St. Louis, EE UU) al 0,5? como mojante. Los insecticidas se aplicaron tópicamente, depositando 2 ?l de solución sobre el dorso de cada oruga L3 con una micropipeta de 0,5-10 ?l. Se trataron 80-280 orugas por población e insecticida, con tres (eventualmente dos) repeticiones de diez orugas por dilución y un mínimo de cinco (eventualmente cuatro) diluciones, obteniendo un rango de mortalidad en torno al 0-100%. Los controles de cada repetición se trataron con acetona o con agua destilada más mojante según el disolvente de cada insecticida. Tras el tratamiento, las placas con las orugas se mantuvieron en la sala de cría, incrementando la humedad al 75-85% para evitar una excesiva desecación del medio semisintético. Transcurridas 48-72 h desde el tratamiento, las orugas se consideraron muertas si estaban desecadas o eran incapaces de moverse coordinadamente cuando se las molestaba con la punta de un lápiz.
Las regresiones dosis-mortalidad, los valores de la Dosis Letal (DL) 50, sus límites fiduciales se estimaron mediante análisis probit (FINNEY, 1971), utilizando el programa informático POLO (RUSSELL et al., 1977; LEORA SOFTWARE, 1987).
El Factor de Resistencia (FR) de cada población a cada insecticida se estimó a nivel de la DL50 como FR = DL50 / DL50S, siendo DL50 la de la población ensayada y DL50S la de una población sensible. Para eludir los inconvenientes del empleo de una población sensible de laboratorio (STAETZ, 1985; TORRES-VILA et al., 1998), la DL50S utilizada con cada insecticida fue la de la población más susceptible encontrada en campo. Se verificó que tales valores de DL50S se encontraban en el rango de los señalados en la literatura con todas las materias activas bioensayadas (TORRES-VILA et al., 1998, 2002a, b), excepto para ciflutrín y fenvalerato, por lo que los FR para estos insecticidas podrían estar algo infravalorados.
Señalar que al fijar como DL50S el valor de la menor DL50 obtenida en campo (FR = 1 en esa población) para la comparación entre poblaciones, se pueden obtener, incluso en ausencia de resistencia, valores de FR > 1 en otras poblaciones, un ruido estadístico sin significación toxicológica (TORRES-VILA et al., 2002b). El nivel de resistencia insecticida se clasificó según los valores de FR como sigue: susceptibilidad (FR = 1), tolerancia a baja resistencia (FR = 2-10), resistencia moderada (FR = 11-30), resistencia alta (FR = 31-100) y resistencia muy alta (FR > 100).
Resultados
Aquí sólo se exponen resumidamente los resultados, por lo que para información adicional más detallada consultar TORRES-VILA et al. (2002a, b). En total se bioensayaron 273 combinaciones población-insecticida y en todos los casos se obtuvo un ajuste significativo de la recta dosis-respuesta (Test t, P < 0,05). En ocho combinaciones los datos no se ajustaron al modelo probit (Test ¯2 de bondad del ajuste, P < 0,05) y en otros dos el índice de significación para la estimación de la potencia fue excesivo (g > 0,5) para determinar los límites fiduciales al 95%. Los resultados obtenidos se resumen en la Figura 4, indicando los valores medio (± error estándar) y máximo del FR para cada conjunto de poblaciones bioensayadas con un mismo insecticida. En la Figura 5 se indica la frecuencia de las poblaciones en función de los niveles de resistencia para cada familia de materias activas.
La susceptibilidad y la tolerancia o baja resistencia fueron prevalentes en la mayor parte de las situaciones, especialmente con clorados (endosulfán) y fosforados. Con los carbamatos y piretroides se detectaron niveles moderados de resistencia en 9 y 21 combinaciones población-insecticida, respectivamente.
Sólo con los piretroides se detectaron niveles altos o muy altos de resistencia en cuatro situaciones, con cipermetrín, lambda-cihalotrín y deltametrín, tres de ellas correspondiendo a la misma población de Olivenza (Badajoz). En esta explotación, el particular sistema de cultivo intensivo de maíz dulce para mercado en fresco y la elevada presión insecticida ejercida (12-16 tratamientos por campaña) explican el nivel de resistencia detectado. Es necesario enfatizar que el caso presentado contrasta con las prácticas de control de H. armígera usuales en Extremadura, donde por ejemplo en tomate de industria es muy raro exceder de 2-3 intervenciones químicas.
Señalar también dos observaciones relevantes sobre las tres materias activas de que se tuvo más información cubriendo toda la campaña, endosulfán, metomilo y cipermetrín. La primera es que la correlación entre los valores de DL50 evidenció resistencia cruzada entre los tres insecticidas comparados dos a dos (rs > 0,37; P < 0,05 en los tres casos). La segunda es la existencia de una pauta de variación estacional de la resistencia. Los niveles de resistencia a cipermetrín (FRs) fueron significativamente más elevados en otoño que en verano, y la misma pauta se observó con endosulfán y metomilo a pesar de los reducidos valores de FR obtenidos con estos insecticidas.
Discusión
Los resultados indican que en España los niveles de resistencia insecticida en H. armigera han de considerarse como asumibles, siendo en general inferiores a los presentes en otros países o regiones a escala mundial, en especial al ser comparados con la situación en Australasia. El desarrollo de la resistencia insecticida es consecuencia de la presión selectiva ejercida sobre las poblaciones tratadas, y el incremento derivado de la frecuencia de genes de resistencia. En contraposición, la desventaja adaptativa de los genotipos resistentes en ausencia de presión insecticida (DOBZHANSKY, 1970), como se ha documentado en particular con H. armigera (DALY y FISK, 1995; BIRD y AKHURST, 2005), promueve un descenso de la resistencia, aunque probablemente insuficiente para explicar la bajada anual que se produce anualmente durante el invierno (ROUSH y MCKENZIE, 1987).
Basándose en evidencias circunstanciales, TORRES-VILA et al (2002a, b) argumentan que la presión insecticida per se no explica satisfactoriamente la baja resistencia de H. armigera observada en España, ya que no hay razones objetivas para pensar que la presión insecticida sea menor, o que las técnicas de control de H. armigera y de manejo de la resistencia sean mejores, que en otros países.
Infieren también que la situación en España debe ser similar a la del resto de Europa, porque la falta de investigación sobre el tópico sugiere que la resistencia insecticida de H. armigera no debe ser un problema acuciante en el continente.
En consecuencia, TORRES-VILA et al., (2002a, b) revisan varios factores de distinta índole agroecológica que potencialmente han podido (y pueden) moldear la particular evolución de la resistencia insecticida de H. armigera en España y su entorno europeo, incluyendo como más relevantes la resistencia etológica, los procesos de inmigración y la estructura de cultivos. La resistencia etológica actua porque la selección puede favorecer a los individuos que responden con su comportamiento minimizando el contacto con el insecticida (HAYNES, 1988; TORRES-VILA et al., 1996), aunque se requiere mucha más investigación para cuantificar su verdadera trascendencia. Un componente agroecológico más importante, al determinar en qué medida la resistencia puede evolucionar, es la fracción de la población total de H. armigera que es tratada (FITT, 1989). Las áreas no tratadas, los llamados refugios, suministran individuos susceptibles, o al menos tolerantes, con potencial para diluir la resistencia insecticida en las áreas tratadas: cuando los individuos susceptibles se cruzan con individuos resistentes las frecuencias génicas de la descendencia permanecerán en una horquilla compatible con el control químico. Y es en este ámbito donde el flujo genético concomitante con los eventos migratorios o la estructura de cultivo pueden ser relevantes, ya que son dos vías capaces de procurar genotipos susceptibles a partir de refugios.
Los eventos migratorios
Aunque más sedentaria que otras especies del complejo Helicoverpa/Heliothis (FITT, 1989), H. armigera es bien conocida por sus migraciones (FORD, 1955; WILLIAMS, 1958; GREGG et al., 1995; TORRES-VILA et al., 1998, 2002a, b, 2003c), si bien el potencial migratorio parece ser más reducido en Europa occidental que en otros continentes (PEDGLEY et al., 1995). El proceso migratorio es facultativo, asistido por el viento, pre-reproductivo, y está regulado genética y medioambientalmente (COLVIN, 1995; MCNEIL et al., 1995; GATEHOUSE y ZHANG, 1995). Como en la mayor parte de los lepidópteros migradores, los vuelos de H. armígera están usualmente orientados hacia el norte en primavera y hacia el sur en otoño.
Si bien la verificación experimental es complicada, existe consenso en que los procesos migratorios determinan la evolución de la resistencia insecticida de las poblaciones locales, disminuyéndola si los inmigrantes son susceptibles (FORRESTER et al., 1993; DALY, 1993; TORRES-VILA et al., 1998, 2002a, b, 2005), o incrementándola si son resistentes (ARMES et al., 1996). El flujo genético de los individuos inmigrantes susceptibles puede prevenir la aparición de resistencia mientras que la presión insecticida no alcance un nivel crítico (COMINS, 1977). Se deduce pues la crucial importancia de los refugios como fuente de genes de sensibilidad.
La estructura de cultivo
Se ha sugerido que la estructura territorial que caracteriza a las zonas agrícolas españolas (y europeas) que soportan cultivos hospedadores de H. armigera (con excepción quizás del algodón en ciertas situaciones) podría contribuir a contrarrestar la expansión de la resistencia insecticida. El rasgo más evidente es la elevada parcelación de la superficie agraria, el denominado sistema de cultivo en pequeñas parcelas (TORRES-VILA et al., 2002a). El sistema implica: 1) policultivo, incluyendo especies hospedadoras y no hospedadoras, 2) inclusión de es pacios de no cultivo, como rastrojos, linderos, caminos, acequias y otras infraestructuras, que son fuente de vegetación adventicia no tratada y potencialmente hospedadora, 3) diferencias en el estado fenológico del mismo cultivo en parcelas adyacentes, y 4) un elevado número de agricultores tomando sus propias decisiones de control en relación al número de tratamientos, modos y fechas de intervención, materias activas y otras. Todos estos factores favorecen una aplicación de insecticidas heterogénea en espacio y tiempo, de manera que superficies extensas son raramente tratadas uniformemente, lo cual, inadvertidamente, deriva en una baja presión selectiva. Además, la fragmentación del agrosistema (LENORMAND y RAYMOND, 1998) en zonas tratadas y no tratadas, promueve que las últimas puedan actuar como refugios. La resistencia insecticida (como cualquier otra adaptación) evolucionará localmente sólo si el área tratada tiene una superficie mínima (MALLET, 2001). En caso contrario, el balance entre la selección y el flujo genético debido a la dispersión (o a la inmigración) desde el exterior de la zona tratada estabilizará las frecuencias génicas y el nivel de resistencia insecticida.
Se requiere mucha más información experimental, no sólo sobre el estado actual de la resistencia insecticida de H. armigera en España y su entorno paleártico, sino también de los factores agroecológicos que pueden potencialmente regularla. El objetivo final es comprender la evolución de la resistencia de H. armígera en nuestro entorno geográfico y optimizar su manejo en el futuro.
Agradecimientos: Este estudio se encuadró en el proyecto INIA SC 95-024-C2-2 y fue financiado parcialmente por el proyecto de la Unión Europea FAIR CT96-1507 (QUALITOM).
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