La conservación de frutos y vegetales a bajas temperaturas es el principal método para retrasar la maduración poscosecha y alargar la vida comercial de los productos agrícolas. Sin embargo, la mayoría de los productos de origen tropical y subtropical son susceptibles de sufrir daños por frío, que son un conjunto de alteraciones fisiológicas causadas por la exposición a bajas temperaturas durante periodos de tiempo variables y que van en detrimento de su calidad.

En este trabajo, se hace una revisión de las diferentes tecnologías poscosecha tanto de naturaleza física como química y biotecnológica diseñadas y puestas a punto para inhibir o retardar la aparición de los daños por frío en especies vegetales sensibles y de interés agrícola.

 

INTRODUCCIÓN

La conservación a bajas temperaturas es una tecnología poscosecha ampliamente extendida para alargar la vida comercial útil de productos hortofrutícolas. La refrigeración de frutas y hortalizas permite mantener su calidad después de la recolección ya que las bajas temperaturas reducen sensiblemente la velocidad de los procesos del metabolismo celular retardando la senescencia en general y la maduración de los frutos en particular (MCGLASSON et al., 1979; HARDENBURG et al., 1986). Sin embargo determinados frutas y hortalizas de origen tropical y subtropical no son aptos para este tipo de conservación, que provoca la aparición de una serie de alteraciones fisiológicas que repercuten negativamente en la calidad, y por tanto a su comercialización (SHEWFELT, 1986) y que en su conjunto se les conoce como daños por frío (DF).

 

Tecnologías poscosecha de naturaleza física

Desde hace años se han estudiado diversas tecnologías poscosecha para retardar o mitigar el desarrollo de los DF durante la conservación de especies vegetales sensibles. Las más ampliamente utilizadas y desde hace más tiempo son de naturaleza física, y se basan en modificar la temperatura, humedad y composición gaseosa que rodea al producto hortofrutícola durante su conservación, como el acondicionamiento previo a temperaturas moderadas (WANG, 1995), precalentamiento a altas temperaturas (LURIE y KLEIN, 1991), tratamientos con CO2 previo o durante la conservación (BERTOLINI et al., 1991; ESCRIBANO et al., 1997), calentamiento intermitente mediante "golpes de calor" (ARTÉS y ESCRICHE, 1994), y conservación en atmósfera controlada (AC) (AHARONI et al., 1993) o modificada (AM) (PESIS et al., 2000).

Los tratamientos a elevadas temperaturas antes de iniciar la refrigeración han sido beneficiosos para reducir los síntomas de DF en numerosos frutos. Se han utilizado diversos métodos para aplicar el calor, baños de agua caliente (HWD), vapor de agua, aire caliente y un nuevo tratamiento que consiste en la aplicación de agua caliente y cepillado de los frutos mientras que se mueven a través de unos rodillos (HWB) (LURIE, 1998; PORAT et al., 2000; FALLIK, 2004). Varios estudios recomiendan el uso de tratamientos cortos con calor como HWD y HWB ya que no alteran ningún parámetro de calidad del fruto como ocurre con tratamientos más prolongados (PORAT et al., 2000; FALLIK, 2004). Esta protección frente a los DF que se produce por la aplicación de elevadas temperaturas antes de la refrigeración puede ser explicada por efectos tan dispares como la inducción de proteínas de choque térmico (HSPs) y un mayor nivel de insaturación de los lípidos de membrana, lo que induce una menor pérdida de electrolitos durante el almacenamiento a bajas temperaturas (LURIE, 1998), un aumento de actividad antioxidante (SALA y LAFUENTE, 2000; SATO et al., 2001; ZHANG et al., 2005; GHASEMNEZHAD et al., 2008), y la inducción de la biosíntesis de poliaminas (PAs) (WANG, 1994; GONZÁLEZ-AGUILAR et al., 2000; MIRDEHGHAN et al., 2007).

En el acondicionamiento a temperaturas intermedias antes de la posterior conservación a temperaturas más bajas (LTC) los factores cruciales en la aplicación de esta técnica son la diferencia de temperatura entre el acondicionamiento y el almacenamiento y la duración del tratamiento de acondicionamiento (WOLF et al., 2003; CAI et al., 2006). Aunque Hofman et al., (2003) no observaron ningún beneficio en la aplicación combinada de ambos tratamientos (tratamiento con calor y LTC), sin embargo Wang (1994) y Sapitnitskaya et al., (2006) observaron que la aplicación de los dos tratamientos sucesivamente, es mucho más efectivo en la reducción de DF que la aplicación de cada uno por separado, lo que sugiere que cada uno de los dos tratamientos activa diferentes rutas de defensa frente a las bajas temperaturas. El tratamiento con calor induce principalmente la expresión de varios genes de estrés que codifican para HSPs y proteínas universales de estrés (USP) y el acondicionamiento incrementa la expresión de enzimas que modifican la composición de lípidos de las membranas celulares, como son las desaturasas de ácidos grasos (FADs) y proteínas de transferencia de lípidos (LTPs) (SAPITNITSKAYA et al., 2006).

El calentamiento intermitente (IW) consiste en la interrupción periódica del almacenamiento a bajas temperaturas mediante la exposición de los frutos a periodos cortos de calentamiento. La principal dificultad para la aplicación de IW radica en encontrar las condiciones óptimas de temperatura, duración y frecuencia de IW, que van a variar dependiendo del cultivar, del estado de madurez del fruto y de las condiciones de crecimiento (ARTÉS, 1995). Si bien se ha puesto de manifiesto que la producción de etileno durante el almacenamiento a baja temperatura es superior en frutos sometidos a IW que en frutos controles, y que dicho tratamiento también incrementó los niveles de mRNA de enzimas responsables de la hidrólisis de la pared celular (ZHOU et al., 2001).

La atmósfera controlada y modificada basan su efectividad en la reducción de los síntomas de DF por la consecución de atmósferas con bajos niveles en O2 y elevados en CO2 que rodean a los frutos u hortalizas durante su conservación (KADER et al., 1989). Jugando con las concentraciones de ambos gases podemos optimizar la conservación y reducir al mínimo el impacto de los DF. La exigencia de un alto grado de control y regulación de la composición de la atmósfera en la conservación en AC requiere una gran inversión de capital por su elevado coste, lo que motiva que su aplicación se limite a aquellos productos cuyo elevado precio en el mercado justifique la inversión y amortice los costes.

La conservación en AM, además de generar una atmósfera rica en CO2 y pobre en O2, que reduce la tasa de respiración y la producción y sensibilidad hacia el etileno, retrasando la maduración y senescencia de frutas y hortalizas, contribuye al mantenimiento en el entorno del fruto de un alto grado de humedad relativa (HR) que evita o retrasa la pérdida de agua de éstos (KADER, 1980 y 1986; SHEWFELT, 1986; ZAGORY y KADER, 1988; KADER et al., 1989. Una de las propiedades más beneficiosas de esta conservación viene dada por el retraso en el desencadenamiento y desarrollo de los DF en frutos y hortalizas sensibles a esta fisiopatía (ZAGORY y KADER, 1988; KADER et al., 1989). Se ha ensayado y comprobado los efectos beneficiosos que tiene este tipo de conservación empleando distintos tipos de filmes plásticos como los clásicos de polietileno y los de última generación Xtend®, con resultados positivos en cuando a inhibición del desarrollo de síntomas de DF, en varios productos hortofrutícolas de gran interés comercial, como son el melón cantaloupe americano (LESTER y BRUTON, 1986), el tomate (HAKIM, 1997), el pimiento (SERRANO et al., 1997), el plátano (NGUYEN et al., 2004), el aguacate (MEIR et al., 1997) y el mango (PESIS et al., 2000), por poner tan sólo unos cuantos ejemplos.

Al participar el etileno en la estimulación de los DF, algunas tecnologías empleadas para inhibir o reducir esta fisiopatía van dirigidas a controlar la producción y/o acción de esta hormona. El oxígeno es necesario para la actividad ACO y por tanto para la biosíntesis de etileno y bajos niveles de O2 reducen por tanto la actividad ACO (VERVERIDIS y JOHN, 1991). El papel del CO2 en la regulación de la biosíntesis y acción del etileno es complejo, por un lado se ha visto que es necesario como cofactor para la actividad ACO in vitro (SMITH y JOHN, 1993), pero por otro parece ejercer un papel inhibidor en la biosíntesis de etileno, al parecer en el paso de formación de su inmediato precursor ACC (DE WILD et al., 2005). También las elevadas temperaturas que se aplican en algunas de estas tecnologías reducen el desarrollo de DF en parte por su acción inhibitoria sobre la biosíntesis de etileno. La conversión de ACC en etileno se inhibe a partir de 35ºC (YU et al., 1980), mientras que la expresión de ACO se reduce de manera significativa en tomate tras un precalentamiento a 38ºC durante 3 días (LURIE et al., 1996).

 

Tecnologías poscosecha de naturaleza biotecnológica

En la manipulación de la biosíntesis y/o acción del etileno pueden considerarse otras dos estrategias muy novedosas para reducir los DF durante la conservación a bajas temperaturas de los productos hortofrutícolas. Una de ellas consiste en la aplicación de la biotecnología. En efecto, se ha generado un tipo de melón cantaloupe Charentais modificado genéticamente aplicando la tecnología del ARN antisentido, mediante la introducción en su genoma en orientación antisentido de un gen que codifica para ACO, y cuya producción autocatalítica de etileno se encuentra inhibida en un 99% (AYUB et al., 1996). Se ha observado que este tipo de melón transformado muestra tolerancia a los DF tanto durante como después de su conservación a 2ºC, todo lo contrario al melón normal (BEN-AMOR et al., 1999). Si se aplica además la tecnología de AM se consigue un efecto aditivo en la resistencia a los DF en la conservación y posterior reacondicionamiento (FLORES et al., 2004). Es presumible que otros tipos de frutos de plantas modificadas genéticamente generados con el mismo fin de conseguir bloquear o reducir la producción autocatalítica de etileno (STEARNS y GLICK, 2003) manifiesten mayor resistencia a los DF durante la conservación a bajas temperaturas que su contrapartida no transformado.

 

Tecnologías poscosecha de naturaleza química

La otra estrategia consiste en tratar los frutos con agentes antagonistas de la acción y/o biosíntesis del etileno. Cabe pensar por tanto que el tratamiento de frutas y hortalizas sensibles a los DF con antagonistas de la acción o la biosíntesis del etileno, como el 1-metilciclopropeno (1-MCP), el oxido nitroso (N2O), el radical libre del oxido nítrico (NO) y el acetaldehído (AA), debe provocar un efecto beneficioso de aparición de tolerancia a esta fisiopatía.

El 1-metilciclopropeno (1-MCP) es una olefina cíclica con la propiedad de unirse de forma competitiva, específica e irreversible a los receptores de etileno.

De esta forma el 1-MCP bloquea la acción de dichos receptores impidiendo la transducción de la señal y la activación de respuestas etileno ? dependientes en la célula, y en segundo lugar evita la unión de su ligando natural, la hormona etileno (SEREK et al., 1995; SISLER et al., 1996; SISLER y SEREK, 1997). Se han realizado numerosos ensayos de tratamientos con 1-MCP de diversos frutos durante su conservación a bajas temperaturas, con resultados heterogéneos en cuanto a la inhibición de la aparición de DF, algunos prometedores como en caqui (SALVADOR et al., 2004), piña (SELVARAJAH et al., 2001), manzana (WATKINS et al., 2000; ZANELLA, 2003), pera (EKMAN et al., 2004) y melón cantaloupe (BEN AMOR et al., 1999), pero otros todo lo contrario, como en cítricos (PORAT et al., 1999) y albaricoque (DONG et al., 2002).

Aunque no se han realizado ensayos sobre la posible inducción de tolerancia a los DF por tratamientos con NO o N2O, previos a la conservación refrigerada, Leshem (2000) avanza la posibilidad de que el NO ejerza su influencia en la maduración y vida poscosecha de los distintos productos hortofrutícolas a través de la inhibición de la producción de etileno. Con el AA tampoco se tienen evidencias suficientes de que tengan efectos positivos sobre los DF, si bien se ha puesto de manifiesto que la inducción de su síntesis en el caso de pretratamientos de aguacates con atmósferas con niveles bajos de oxígeno (3%) durante 24 horas reduce el desarrollo de síntomas de DF (PESIS et al., 1994).

Además de los compuestos que inhiben o reducen la producción y/o sensibilidad hacia el etileno, existen estrategias basadas en la aplicación de compuestos reguladores del crecimiento vegetal que tienen funciones antisenescentes.

Nos limitaremos a citar a las PAs y a los derivados metilados de los ácidos jasmónico (MeJA) y salicílico (MeSA).

Después de haber observado que la inducción de la resistencia a los DF en calabacín y otros productos vegetales iba acompañada de un aumento del contenido de PAs endógenas, Wang y Kramer (1990) observaron que estos agentes reguladores del crecimiento aplicados de forma exógena inducían asimismo resistencia hacia los DF en calabacín y manzana McIntosh. El descenso de los DF tiene lugar sólo en un determinado rango de concentraciones de aplicación de PAs, y revierte si la dosis es demasiado alta, comportamiento típico de sustancias que actúan como reguladores hormonales (MARTÍNEZ-TELLEZ et al., 2002).

También se ha encontrado que los tratamientos con MeJA y MeSA inducían la expresión genética de varios miembros de proteínas sHSPs (de las familias clase I y II) y de HSPs de alto PM (hsp70) cuyos niveles persistían a lo largo de la conservación a bajas temperaturas, y se podían correlacionar con la aparición de la tolerancia a los DF (DING et al., 2001). Además de la inducción de HSPs, estos tratamientos estimulaban la expresión de genes que codifican para otra familia de proteínas, proteínas relacionadas con la patogénesis (PRs), que también parecen participar la aparición de dicha resistencia (DING et al., 2002).

El hallazgo de que la inducción de la biosíntesis de HSPs se puede dar no sólo mediante golpes de calor (SABEHAT et al., 1996; LURIE et al., 1996; ZHANG et al., 2005) si no también por tratamientos químicos como tratamientos con Me-JA, MeSA y SA (DING et al., 2001; WANG et al., 2006b), y que además la persistencia de los niveles de estas proteínas durante la conservación refrigerada posterior protegen contra los DF tiene implicaciones prácticas en la poscosecha.

Un tratamiento que induzca la acumulación de estas proteínas en frutos y hortalizas sensibles a este estrés abiótico permitiría la conservación de éstos a temperaturas más bajas de lo que normalmente es posible sin provocar la aparición de DF. En estas circunstancias la determinación de la inducción y la persistencia de la producción de HSPs durante la aplicación de una u otra de las tecnologías poscosecha empleadas en la conservación de los frutos para evitar o al menos retrasar el desarrollo de DF en especies sensibles a esta fisiopatía podría servir como señal molecular para comprobar que la utilización de determinada tecnología está teniendo éxito en inhibir la activación de los DF mucho antes de la aparición de las alteraciones fisiológicas características de esta fisiopatía.

Polenta et al., (2007) proponen la cuantificación de HSPs como una herramienta para predecir el rendimiento de un tratamiento poscosecha. Los autores proponen monitorizar la acumulación de HSPs en frutos sometidos a diferentes intensidades de tratamiento y de esta forma establecer rangos óptimos de tratamiento para evitar los DF en cada cultivo. Sin embargo, a pesar de esta importancia práctica de las HSPs, no se ha descrito ningún método para la cuantificación rápida, sencilla y precisa de estas proteínas.

 

Agradecimientos: Este trabajo ha sido financiado por el proyecto CICYT Ref. AGL2007-60447.

 

BIBLIOGRAFÍA

AHARONI Y., COPEL A. Y FALLIK E. 1993. HortScience 28:725-726.

ARTÉS F. Y ESCRICHE A.J. 1994. J. Food Sci. 5:1053-1056.

AYUB R., GUIS M., BEN-AMOR M., GILLOT L., ROUSTAN J.P., LATCHÉ A., BOUZAYEN M. Y PECH J.C. 1996. Nature Biotechnol. 14:862-866.

BEN AMOR M., FLORES B., LATCHÉ A., BOUZAYEN M., PECH J.C. Y ROMOJARO F. 1999. Plant Cell Environ. 22:1579-1586.

BERTOLINI P., LANZA G. Y TONINI G. 1991. Sci. Hort. 46:89-95.

CAI C., XU C., SHAN L., LI X., ZHOU C., ZHANG W., FERGUSON I. Y CHEN K. 2006. Postharvest Biol. Technol. 41:252-259.

DING C.K., WANG C.Y., GROSS K.C. Y SMITH D.L. 2001. Plant Sci. 1153-1159.

DING C.K., WANG C.Y., GROSS K.C. Y SMITH D.L. 2002. Planta. 214:895-901.

DONG L., LURIE S. Y ZHOU H.W. 2002Postharvest Biol. Technol. 24:135-145.

EKMAN J.H., CLAYTON M., BIASI W.V. Y MITCHAM E.J. 2004. Postharvest Biol. Technol. 31:127-136.

ESCRIBANO M.I., DEL CURA B., MUÑOZ T. Y MERODIO C. 1997. J. Amer. Soc. Hort. Sci. 122:258-262.

FALLIK E. 2004. Postharvest Biol. Technol. 32:125-134.

FLORES F.B., MARTÍNEZ-MADRID M.C., BEN-AMOR M., PECH J.C., LATCHÉ A. Y ROMOJARO F. 2004. Eur. Food Res. Technol. 219:614-619.

GHASEMNEZHAD M., MARSH K., SHILTON R., BABALAR M. Y WOOLF A. 2008. Postharvest Biol. Technol. 48:364-371.

GONZÁLEZ-AGUILAR G.A., GAYOSSO L., CRUZ R., FORTIZ J., BÁEZ R. Y WANG C.Y. 2000. Postharvest Biol. Technol. 18:19-26.

HARDENBURG R.E., WATADA A.E., WANG C.Y. 1986. U.S. Dept. Agr., Agr. Handbk. 66, Wash., D.C (EE.UU.).

HOFMAN P.J., STUBBINGS B.A., ADKINS M.F., CORCORAN R.J., WHITE A. Y WOOLF A.B. 2003. Postharvest Biol. Technol. 28:123-133.

KADER A.A., ZAGORY D. Y KERBEL E.L. 1989. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 38:1-30.

LESHEM Y.Y. (Ed.) 2000. Nitric oxide in plants: occurrence, function and use. Kluwer Academic, Dordrech, The Netherlands.

LESTER G.E. Y BRUTON B.D. 1986. J. Amer. Soc. Hort. Sci. 111:727-731.

LURIE S. 1998. Postharvest Biol. Technol. 14: 257?269.

LURIE S. Y KLEIN J.D. 1991 J. Amer. Soc. Hort. Sci. 116:1007-1012.

LURIE S., HANDROS A., FALLIK E. Y SHAPIRA R. 1996. Plant Physiol. 110:1207-1214.

MARTÍNEZ-TELLEZ M.A., RAMOS-CLAMONT M.G., GARDEA A.A. Y VARGAS-ARISPURO I. 2002. Biochem. Biophys. Res. Comm. 295:98-101.

MCGLASSON W.B., SCOTT K.J. Y MENDOZA D.B. JR. 1979. International Journal of Refrigeration 2:199-206.

MEIR S., NAIMAN D., AKERMAN M., HYMAN J.Y., ZAUBERMAN G. Y FUCHS Y. 1997. Postharvest Biol. Technol. 12:51-60.

MIRDEHGHAN S.H., RAHEMI M., MARTÍNEZ-ROMERO D., GUILLÉN F., VALVERDE J.M., ZAPATA P.J., SERRANO M. Y VALERO D. 2007. Postharvest Biol. Technol. 44:19-25.

NGUYEN T.B.T., KETSA S. Y VAN DOORN W.G. 2004. Postharvest Biol. Technol. 31:313-317

PESIS E., AHARONI D., AARÓN Z., BEN-ARIE R., AHARONI N. Y FUCHS Y. 2000. Postharvest Biol. Technol. 19:93-101.

PESIS E., MARINANSKY R., ZAUBERMAN G. Y FUCHS Y. 1994. HortScience 29:1042-1046.

POLENTA G.A., CALVETE J.J. Y GONZÁLEZ C.B. 2007. FEBS J. 274:6447-6455.

PORAT R., PAVONCELLO D., PERETZ J., BEN-YEHOSHUA S. Y LURIE S. 2000. Postharvest Biol. Technol. 18:159-165.

PORAT R., WEISS B., COHEN L., DAUS A., GOREN R. Y DROBY S. 1999Postharvest Biol. Technol. 15:155-163.

SABEHAT A., WEISS A. Y LURIE S. 1996.. Plant Physiol. 110:531-537

SALA J.M. Y LAFUENTE M.T. 2000. Postharvest Biol. Technol. 20:81-89.

SALVADOR A., ARNAL L., MONTERDE A. Y CUQUERELLA J. 2004. Postharvest Biol. Technol. 33:285-291.

SAPITNITSKAYA M., MAUL P., MCCOLLUM G.T., GUY C.L., WEISS B., SAMACH A. Y PORAT R. 2006. J. Exp. Bot. 57:2943?2953.

SATO Y., MURAKAMI T., FUNATSUKI H., MATSUBA S., SARUYAMA H. Y TANIDA M. 2001. J. Exp. Bot. 52:145-151.

SELVARAJAH S., BAUCHOT A.D. Y JOHN P. 2001. Postharvest Biol. Technol. 23:167-170.

SERRANO M., MARTÍNEZ-MADRID M.C., MARTÍNEZ G., RIQUELME F., PRETIL M.T. Y ROMOJARO F. 1996. Food Sci. & Technol. Int. 2 :195-199.

SHEWFELT R.L. 1986. Food Technol. 40:70-80.

SISLER E.C. Y SEREK M. 1997. Physiol. Plant. 100:577-582.

SMITH J.J. Y JOHN P. 1993. Phytochem. 32:1381-1386.

STEARNS J.C. Y GLICK B.R. 2003. Biotechnol. Adv. 21:193-210.

VERVERIDIS P. Y JOHN P. 1991. Phytochem. 30:725-727.

WANG C.Y. 1994. Postharvest Biol. Technol. 4:65-73.

WANG C.Y. 1995 Postharvest Biol. Technol. 5:67-76.

WANG C.Y. Y KRAMER G.F. 1990. HortScience 25:1096.

WANG L., CHEN S., KONG W., LI S. Y ARCHBOLD D.D. 2006b. Postharvest Biol. Technol. 41:244?251.

WATKINS C.B., NOCK J.F. Y WHITAKER B. 2000. Postharvest Biol. Technol. 19:17-32.

WILD H.P.J. DE, BALK P.A., FERNANDES E.C.A. Y PEPPELENBOS H.W. 2005Postharvest Biol. Technol. 36:273-280.

WOOLF A.B., COX K.A., WHITE A. Y FERGUSON I.B. 2003Postharvest Biol. Technol. 28:113-122.

YU Y.B., ADAMS D.O. Y YANG S.F. 1980. Plant Physiol. 66:286-290.

ZAGORY D. Y KADER A.A. 1988. Food Technol. 42:70-77.

ZANELLA A. 2003. Postharvest Biol. Technol. 27:69-78.

ZHANG J., HUANG W., PAN Q. Y LIU Y. 2005. Postharvest Biol. Technol. 38:80-90.

ZHOU H.W., LURIE S., BEN-ARIE R., DONG L., BURD S., WEKSLER A. Y LERS A. 2001. J. Hortic. Sci. Biotechnol. 76:620-628.

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